一个小数点的差错 = 三天实验白做
生物学实验的一大特点是浓度范围跨了十几个数量级：配抗生素要称毫克级的粉末，稀释 PCR 引物要算到 µM，做细胞实验加抑制剂要精确到 nM，再加上不同厂家的试剂单位写法五花八门（有的写 mg/mL、有的写 mM、有的写 % v/v），稍微不注意就会把 1 mM 配成 10 mM 或者 100 µM，最后花了三天做出来的实验结果完全不可重复，甚至连趋势都反了。
已有文章 molarity-conversion-common-mistakes 梳理了摩尔浓度换算的四大典型错误，但生物实验里远远不止摩尔浓度这一种换算需要每天核对。本文把所有日常高频遇到的换算归为 7 大类，每类给出公式、实例、速查表，最后附一张”配液前自查清单”，把出错概率压到最低。
配套的工具入口：unit-converter 是综合版单位换算，molarity-converter 做摩尔-质量交叉换算，dilution-calculator 和 serial-dilution 处理稀释，od260-concentration-calculator 处理核酸定量，配缓冲液用 buffer-preparation 和 buffer-recipe-lookup。
第 1 类：摩尔浓度 ↔ 质量浓度（最常用）
这是所有配液的基础，也是出错最多的一类。
核心公式
质量浓度 (mg/mL) = 摩尔浓度 (mM) × 分子量 (g/mol) ÷ 1000
摩尔浓度 (mM) = 质量浓度 (mg/mL) × 1000 ÷ 分子量 (g/mol)
称量质量 (mg) = 摩尔浓度 (mM) × 分子量 (g/mol) × 体积 (mL) ÷ 1000记忆口诀：“mM × MW = mg/mL × 1000”。把两边都去掉一个 1000 数量级，就等于 µM × MW = µg/mL。
速查表：常见实验室试剂 1 mg/mL 对应的大致摩尔浓度
| 试剂类别 | 典型分子量范围 | 1 mg/mL 对应的摩尔浓度 | 直觉判断 |
|---|---|---|---|
| 抗生素（卡那霉素、氨苄） | ~400–600 g/mol | 1.6–2.5 mM | 100 mg/mL 储液 ≈ 200 mM 左右 |
| IPTG | 238.3 g/mol | ~4.2 mM | 238 mg 溶于 1 L 才是 1 mM；常用 1 M 储液 = 238 mg/mL（需加热溶解） |
| DMSO / β-巯基乙醇 | ~78–142 g/mol | 7–13 mM | 小分子液态试剂，1 mg/mL ≈ 10 mM 量级 |
| 普通蛋白（IgG、BSA） | 40–160 kDa | 6–25 µM | 1 mg/mL BSA（66.5 kDa）≈ 15 µM |
| 限制性内切酶 | ~30–50 kDa | — | 通常不用 mM，直接用 U/µL 表示活性 |
| 核酸（20 bp 双链） | ~13 000 g/mol | ~77 µM | 1 bp dsDNA ≈ 650 g/mol |
真实场景例题
例 1：IPTG（MW=238.3）要配 50 mL 的 1 M 储液，需要称多少克？
质量 (g) = 1 (mol/L) × 238.3 (g/mol) × 0.05 (L) = 11.9 g，溶解后定容到 50 mL。
例 2：DTT（MW=154.2）手头有 1.54 g，想配 1 M 的储液，能配多少 mL？
体积 (mL) = 1540 (mg) × 1000 ÷ 154.2 (g/mol) ÷ 1000 (mM/M) = 10 mL。
例 3：文献写”细胞加 10 µM 的化合物处理”，手里的化合物储液是 10 mM，怎么稀释加到 6 孔板每孔 2 mL 培养基？
C1V1 = C2V2 → V1 = (10 µM × 2 mL) ÷ 10 000 µM = 2 µL。每孔加 2 µL。
这类公式直接套用 molarity-converter 比手算快得多，而且不会忘乘除 1000。
第 2 类：稀释换算（C1V1 = C2V2）
把浓储液（Stock）稀释成工作液（Working solution），是实验中最高频的操作。
核心公式
C₁ × V₁ = C₂ × V₂
其中 C₁ = 储液浓度, V₁ = 需要取的储液体积
C₂ = 目标工作液浓度, V₂ = 目标工作液体积10× / 5× / 1× 缓冲液的直觉换算
| 储液浓度 | 要配 100 mL 1× 工作液需要取多少储液 | 需要加多少稀释剂（水或无盐溶液） |
|---|---|---|
| 10× | 10 mL | 90 mL |
| 5× | 20 mL | 80 mL |
| 2× | 50 mL | 50 mL |
| 50×（TAE/TBE 常用） | 2 mL | 98 mL |
常见陷阱：50× TAE 如果有人想配 1× 直接加了 10 mL，浓度变成了 5×，核酸电泳条带会严重畸变（电流过大发热 + 迁移率异常）。
梯度稀释（Serial Dilution）系列规划
做 ELISA 标准曲线、CCK-8 毒性实验、抗生素 MIC 测定等场景常用 10 倍或 2 倍连续稀释。推荐的液体转移量对照：
| 稀释倍数 | 方案 A（移 100 µL 到 900 µL 稀释液） | 方案 B（移 50 µL 到 450 µL，节约试剂） |
|---|---|---|
| 1:10（第 1 管） | 100 µL 原 → 900 µL | 50 µL 原 → 450 µL |
| 1:100（第 2 管） | 100 µL 第 1 管 → 900 µL | 50 µL 第 1 管 → 450 µL |
| 1:1 000（第 3 管） | 100 µL 第 2 管 → 900 µL | 50 µL 第 2 管 → 450 µL |
注意：每换一管必须换新的枪头，否则上一管残留的高浓度液体会带来”拖带”误差（CV 偏大，标准曲线 R² 低）。做这种规划用 serial-dilution 可以直接生成稀释步数和每步体积。
第 3 类：离心转速 RPM ↔ 离心力 RCF（×g）
离心机转子半径不同，相同的 RPM 产生的真实离心力（RCF，Relative Centrifugal Force，单位 ×g）能差 2 倍。文献里写的几乎都是 RCF（×g），直接照抄 RPM 会导致要么离心不充分，要么细胞被甩破。
核心公式
RCF (×g) = 1.118 × 10⁻⁵ × r (cm) × (RPM)²
RPM = √[ RCF ÷ (1.118 × 10⁻⁵ × r) ]其中 r = 转子半径，单位 cm（分最小半径 r_min（管底靠内）、最大半径 r_max（管底靠外）、平均半径 r_avg，文献通常默认用 r_max）。
速查表：常见转子半径 × RPM 对应的 RCF（×g）
| 转子半径（r_max） | 3 000 rpm | 5 000 rpm | 8 000 rpm | 12 000 rpm | 15 000 rpm |
|---|---|---|---|---|---|
| 8 cm（小型台式离心机） | ~800 ×g | ~2 200 ×g | ~5 700 ×g | ~12 900 ×g | 无法达到 |
| 10 cm（中型转子） | ~1 000 ×g | ~2 800 ×g | ~7 200 ×g | ~16 100 ×g | ~25 200 ×g |
| 12 cm（大型低温转子） | ~1 200 ×g | ~3 400 ×g | ~8 600 ×g | ~19 400 ×g | ~30 200 ×g |
实用记忆：半径 10 cm 的常规转子，12 000 rpm ≈ 16 000 ×g，和 microfuge 上”max spin 13 000 rpm ≈ 18 000 ×g”是同一个量级。
经典踩坑：实验室两台离心机一台 r=8 cm、一台 r=12 cm，同一 protocol 说 5 000 ×g 离心 10 min。有人直接在小转子那台按了 5 000 rpm（实际只有 2 200 ×g），结果核酸纯化柱上的液体完全没甩下去。
本站的 unit-converter 内置了 RPM↔RCF 换算，输入转子半径就能直接互转。
第 4 类：酶活单位（U、IU、katal）
酶学实验里单位最混乱，也最容易让新手崩溃。同一种酶，一家公司写”10 U/µL”，另一家写”500 nkat/µL”，第三家干脆写”100 U/mg 蛋白”。到底谁更浓？
三大单位的国际定义
| 单位符号 | 全称 | 定义（国际标准） | 换算关系 |
|---|---|---|---|
| U（有时写 EU 或 Unit） | Enzyme Unit（酶活力单位） | 在标准条件下，1 分钟催化 1 µmol 底物转化的酶量 | 1 U = 1 µmol·min⁻¹ = 16.67 nkat |
| IU | International Unit | 与 U 完全相同，只是写法不同（旧文献常用 IU） | 1 IU = 1 U |
| kat | Katal（国际单位制酶活单位） | 在标准条件下，1 秒催化 1 mol 底物转化的酶量 | 1 kat = 6 × 10⁷ U = 6 000 000 000 U |
直观量级：限制性内切酶通常是 10–20 U/µL；T4 连接酶是 30–400 U/µL（注意不同厂家定义不同！有的用 Weiss Unit，有的用 cohesive-end Unit，直接跨厂家比 U 没有意义）。
特殊：T4 DNA Ligase 的 Weiss Unit vs Cohesive End Unit
| 单位体系 | 1 单位的定义 | 换算关系 |
|---|---|---|
| Weiss Unit | 37°C 20 min 内催化 1 nmol ³²P 从焦磷酸交换到 ATP 的酶量 | 1 Weiss U ≈ 约 67 cohesive-end U |
| Cohesive-end Unit（CEU / NEB 定义） | 16°C 30 min 内连接 50% 的 λ HindIII 4 µg 所需酶量 | 1 CEU ≈ 0.015 Weiss U |
致命陷阱：NEB 的 T4 Ligase 是 400 CEU/µL（≈ 6 Weiss U/µL），如果你拿另一家”5 Weiss U/µL”的酶对照，浓度其实差不多，但如果你把 CEU 当成 Weiss U，加量会差 67 倍！必须看清楚说明书。
酶的质量比活（U/mg）
如果蛋白酶制剂给的是 “100 U/mg 蛋白”，那它是质量比活（每 mg 纯蛋白有 100 U 活性），不是工作浓度。要换算成工作浓度还得知道产品的蛋白浓度 mg/mL：
工作浓度 (U/mL) = 比活 (U/mg) × 蛋白浓度 (mg/mL)
第 5 类：核酸定量（OD260 ↔ ng/µL）
用 NanoDrop / 分光光度计测核酸浓度时，A260 = 1.0 对应的浓度是一个需要记住的标准值，但不同核酸类型系数不一样。
不同核酸类型 1 A260 的浓度等价
| 样品类型 | 1 个 A260 单位对应浓度 | 说明 |
|---|---|---|
| dsDNA（双链 DNA） | 50 ng/µL | 质粒、基因组 DNA、PCR 产物 |
| ssDNA（单链 DNA） | 33 ng/µL | 寡核苷酸引物、变性 DNA |
| ssRNA（单链 RNA） | 40 ng/µL | Total RNA、mRNA |
| 短寡核苷酸（15–30 bp ss） | ~33 ng/µL + 需用系数校正 | 更精确的做法是用近邻消光系数法（OD 计算器内置） |
换算例题
例 1：小提质粒测 A260=0.45，A260/A280=1.89。浓度是多少？50 µL 洗脱总共拿到多少 µg？
浓度 = 0.45 × 50 = 22.5 ng/µL。 总质量 = 22.5 × 50 = 1125 ng = 1.125 µg。
例 2：25 bp 的 PCR 引物，厂家写着 O.D. 40（1 A260 冻干粉末总量），要配 100 µM 的储液需要加多少 µL 水？
25 bp ssDNA 1 A260 ≈ 33 µg 质量（厂家一般会在 COA 里写具体 nmol 数，更准确）。假设该引物 MW ≈ 25 × 330 = 8 250 g/mol。 100 µM × V = (33 µg × 40) ÷ 8250 g/mol × 10⁶ → V ≈ 160 µL。 当然最简单的是直接把引物合成报告上的 nmol 数 × 10，就是配成 100 µM 需要加的 µL 数（比如 3.2 nmol → 加 32 µL H₂O 就是 100 µM）。
核酸纯度的判定（A260/A280、A260/A230 比值的含义）可以参考 od260-nucleic-acid-purity-guide 和 nanodrop-ratio-interpretation-decision，浓度直接用 od260-concentration-calculator 最省心。
第 6 类：蛋白定量单位（A280 / BCA / Bradford / Lowry）
蛋白定量有四种常见方法，单位都是 µg/mL 或 mg/mL，但不同方法的适用蛋白和响应差异很大，不能把”Bradford 测的 1 mg/mL”和”A280 测的 1 mg/mL”当成等价。
四种方法对比表
| 方法 | 原理 | 标准品 | 线性范围 | 主要干扰物 | 适用场景 |
|---|---|---|---|---|---|
| A280 直接紫外 | Trp/Tyr/Phe 残基 280 nm 吸光 | 纯目标蛋白（或已知消光系数） | 0.05–2 mg/mL | 核酸（A260 贡献）、Tris、咪唑、还原剂高浓度 | 纯化后蛋白、有准确消光系数的重组蛋白 |
| BCA（双缩脲法改进） | 肽键在碱性环境下把 Cu²⁺ → Cu⁺，BCA 螯合显色 | BSA 2 mg/mL 系列 | 20–2000 µg/mL | 还原剂（DTT、β-Me）、螯合剂（EDTA）、部分去垢剂 | 细胞裂解液总蛋白、去垢剂耐受好 |
| Bradford（考马斯亮蓝） | G-250 染料结合碱性/芳香氨基酸由红转蓝 | BSA 或 IgG | 1–25 µg/mL（微量法） | Triton X-100、SDS、强碱性缓冲液 | 微量样品、速度快 |
| Lowry（Folin-酚） | Cu 络合 + Folin 显色 | BSA | 1–100 µg/mL | 几乎所有非蛋白成分 | 经典但操作繁琐，现较少用 |
A280 计算蛋白浓度的消光系数法（最准确）
如果知道蛋白的氨基酸序列，可以用 ExPASy ProtParam 算出消光系数 ε (mg/mL⁻¹·cm⁻¹)：
蛋白浓度 (mg/mL) = A280 ÷ ε经验近似：普通球状蛋白（未知序列）大致 ε ≈ 1 (mg/mL·cm)，也就是 A280=1.0 ≈ 1 mg/mL。但这个误差能到 ±50%，仅适合”大概”估计，纯化实验不能凭这个配平上样。
第 7 类：百分比溶液（% w/v、% v/v、% w/w）
实验方案里经常写”配 1% Triton X-100”或”5% BSA”，但% 后面三种写法意义完全不同，新手很容易混淆。
三种百分比的定义与换算
| 写法 | 全称 | 定义 | 最常见场景 | 1% 怎么配 100 mL？ |
|---|---|---|---|---|
| % w/v | Weight per Volume | 1 g 溶质 ÷ 100 mL 最终溶液 | 固体试剂：BSA、SDS、抗生素、琼脂糖 | 称 1 g 粉末，溶解后定容到 100 mL |
| % v/v | Volume per Volume | 1 mL 原液 ÷ 100 mL 最终溶液 | 液体试剂：Triton X-100、甘油、乙醇、Tween-20 | 量 1 mL 原液，加稀释剂到 100 mL（注意：不是加 99 mL！是”最终 100 mL”） |
| % w/w | Weight per Weight | 1 g 溶质 ÷ 100 g 最终溶液 | 膏状、高密度或对密度敏感的配方（乳膏、某些胶体） | 称 1 g 溶质 + 99 g 溶剂（总重 100 g） |
最常见误区：1% Triton X-100（黏稠液体）。有人直接加 1 mL Triton + 99 mL 水，因为 Triton 密度 >1，最终体积不是 100 mL，浓度就偏了。规范操作：先取 90 mL 水，加 1 mL Triton 混匀后，再补水到总体积 100 mL。
常见实验室液体原液的实际浓度
很多液体试剂本身不是 100% 纯，所以 % v/v 稀释前要知道原液真实浓度：
| 试剂 | 商业原液浓度 | 密度 | 备注 |
|---|---|---|---|
| Triton X-100 | 约 100%（w/v 粘稠液） | ~1.07 g/mL | 按 v/v 稀释，但要先定量到最终体积 |
| Tween-20 | 约 100% | ~1.10 g/mL | 同上 |
| β-巯基乙醇（2-ME） | 约 14.3 M（原液即为 14.3 M） | 1.11 g/mL，MW=78.1 | 常配 50 mM 工作液：35 µL 2-ME → 10 mL 缓冲液 |
| 甲醛（福尔马林） | 37% w/w 水溶液 | ~1.09 g/mL | 4% 多聚甲醛 PFA 是固体粉末，不是这个！别搞混 |
| HCl 浓盐酸 | 约 12 M（37% w/w） | 1.19 g/mL | 配 1 M HCl：取 83.3 mL 浓盐酸 → 定容 1 L 水 |
| 冰乙酸（HAc） | 约 17.4 M（99.5%+） | 1.05 g/mL | 配 1 M HAc：57.5 mL → 定容 1 L |
| 甘油（Glycerol） | 约 100% | 1.26 g/mL，MW=92.1 | 87% 甘油 = 12 M 左右 |
配液前自查清单（每条都勾完再动手）
- 单位类型对齐：浓度是 mol/L 还是 g/L？别把 1 mM 当成 1 mg/mL。
- 分子量核对：试剂是游离形式还是钠盐/盐酸盐/水合物？以试剂瓶标签或 COA 为准，不要直接查数据库。
- 体积单位统一：公式里用的是 mL、L 还是 µL？1000 倍换算有没有漏掉？
- 稀释前后数量级检查：从 1 M 稀释到 1 µM，是稀释了 100 万倍，不是 1000 倍。
- 离心转子半径：protocol 写的是 ×g，离心机只显示 RPM，要先换算，不能凭经验按 RPM。
- 酶活单位体系：是 U 还是 kat？T4 Ligase 是 Weiss 还是 CEU？不要跨厂家直接对比数值。
- 核酸定量系数：dsDNA 50、RNA 40、ssDNA 33（A260=1 对应 ng/µL），不要弄混。
- 百分比类型：是 w/v、v/v 还是 w/w？液体 v/v 稀释要定容到终体积，不是”原液 + 对应比例体积的溶剂”。
- 最终 pH/渗透压检查：缓冲液配完必须先测 pH，不要光凭配方表就觉得对。
相关工具串联使用思路
一个典型的”化合物 10 mM 储液 → 加到细胞处理”流程：
- 用 molarity-converter 输入分子量和目标 10 mM × 5 mL，得到需要称量的 mg 数 → 配好 DMSO 储液
- 文献要求 24 孔板每孔 0.5 mL 培养基 + 化合物 1 µM 终浓度，用 dilution-calculator 算出每孔加 0.05 µL 储液——量太小，于是中间配一级中间液（10 mM → 100 µM 中间 1:100 稀释）
- 从 100 µM 中间液加 5 µL 到 0.5 mL 培养基，得到 1 µM 终浓度
- 细胞离心收集时，protocol 写 300 ×g 5 min，用 unit-converter 换算成你那台 8 cm 转子离心机的 RPM ≈ 1 830 rpm
这样一套流程下来，每一步都有工具兜底，出错概率比完全手算低至少一个数量级。
继续用工具完成条件判断和计算
根据目标体积和工作浓度，快速计算 Buffer 原液与补液体积。
查询 PBS、TBS、TAE、TBE、LB、TE、RIPA 等常用缓冲液的配制配方，输入目标体积自动计算各组分用量。
根据 C1V1=C2V2 快速计算原液体积、稀释液体积和最终倍数。
在质量、体积、分子量和摩尔浓度之间进行实验室常用换算。
用于核酸、引物或小分子场景下的基础分子量估算。
根据 OD260 吸光度值和比色皿光径，快速换算 DNA / RNA 浓度（ng/µL），并给出纯度比值判断。
根据起始浓度、稀释倍数和步数，快速生成系列稀释方案。
在 ng/µL、µg/mL、mg/mL 和总体积之间进行常用实验换算。